Pemeriksaan BTA lepra dan BTA sputum

A.       JUDUL

Pemeriksaan BTA lepra dan BTA sputum

B.       TUJUAN

Untuk mengetahui dan mengamati kuman BTA pada jaringan kulit penderitra lepra dan pada sputum penderita TBC.

C.       PRINSIP

Jaringan kulit atau sputum penderita dibuat preparat dan diwarnai dengan pewarnaan Ziehl Nelson dan di amati dibawah mikroskop dengan perbesaran lensa objektif 100x dengan bamtuan oil imersi.

D.      DASAR TEORI

     Mikroorganisme yang ada di alam ini mempunyai morfologi, struktur dan sifat-sifat yang khas, begitu pula dengan bakteri. Bakteri yang hidup hampir tidak berwarna dan kontras dengan air, dimana sel-sel bakteri tersebut disuspensikan. Salah satu cara untuk mengamati bentuk sel bakteri sehingga mudah untuk diidentifikasi ialah dengan metode pengecatan atau pewarnaan. Hal tersebut juga berfungsi untuk mengetahui sifat fisiologisnya yaitu mengetahui reaksi dinding sel bakteri melalui serangkaian pengecatan.
     Bakteri tahan asam adalah bakteri yang pada pengecatan Ziehl-Neelsen (ZN) tetap mengikat warna pertama, tidak luntur oleh asam dan alkohol, sehingga tidak mampu mengikat warna kedua. Bakteri tersebut ketika diamati dibawah mikroskop tampak berwarna merah dengan warna dasar biru muda. Terdapat lebih dari 50 spesies Mycobacterium, antara lain banyak yang merupakan saprofit.
     Mycobacterium tuberculosis merupakan bakteri tahan asam, berbentuk batang dan bersifat aerob obligat yang tumbuh lambat dengan waktu generasi 12 jam atau lebih. Mycobacterium tuberculosis menyebabkan tuberculosis dan merupakan patogen yang berbahaya bagi manusia. Mycobacterium leprae menyebabkan lepra.

     Mycobacterium tuberculosis, pertama kali ditemukan oleh Robert Koch tahun 1882, termasuk Ordo Actinomycetales Familia Mycobacteriaceae, Genus Mycobacterium dan mempunyai banyak spesies. Penyakit yang ditularkan oleh basil tersebut dikenal dengan sebutan TBC atau Tb-paru. Kuman TBC masuk ke paru-paru melalui pernafasan (aerosol) (Girsang, 2002). Bakteri-bakteri dari genus Mycobacterium dan spesies-spesies tertentu dari genus Nocardia mengandung sejumlah besar zat lipoid (berlemak) di dalam dinding-dinding selnya. Hal ini mengakibatkan dinding sel tersebut relatif tidak permeable terhadap zat-zat warna yang umum sehingga sel-sel bakteri tersebut tidak terwarnai oleh metode-metode pewarna biasa. Kedua genus tersebut mengandung spesies-spesies yang patogenik bagi manusia. Bakteri yang paling dikenal diantaranya adalah M. tuberculosis, penyebab penyakit tuberculosis dan M. leprae penyebab penyakit lepra. Menunjang diagnosis penyakit-penyakit tersebut, bakteri penyebabnya harus dapat diisolasi dari spesimen si sakit dan dibuat tampak serta mudah dibedakan dengan bakteri-bakteri yang lain. Akibat sifat dinding selnya yang demikian itu maka untuk memenuhi tujuan tersebut harus digunakan pewarna khusus (Hadioetomo, 1993).

Teknik pewarnaan khusus itu disebut juga pewarnaan tahan asam, mula-mula dikembangkan oleh Paul Ehrlich pada tahun 1882 ketika meneliti M.tuberculosis. Prosedur pewarnaan yang umum digunakan pada masa kini merupakan hasil perbaikan teknik Ehrlich yang asli, yaitu pewarna Ziehl-Neelsen, dinamakan menurut kedua orang peneliti yang mengembangkannya pada akhir 1800-an. Prosedur ini menggunakan pewarna utama dengan pemanasan, dan biru metilena Loeffler sebagai pewarna tandingan. Modifikasi teknik ini yang berkembang kemudian, perlakuan panas diganti dengan penggunaan pembasah (suatu deterjen untuk mengurangi tegangan permukaan lemak) untuk menjamin penetrasi, pewarna yang mengandung bahan pembasah ini disebut pewarna Kinyoun (Hadioetomo,1993)       .                     .

Sekali sitoplasma terwarnai, maka sel-sel organisme seperti mikobakteri menahan zat warna tersebut dengan erat, artinya tidak terpucatkan sekalipun oleh zat yang bersifat keras seperti asam alkohol (yaitu 3% HCL dalam etanol 95%). Alkohol asam ini merupakan pemucat yang sangat intensif dan jangan dikelirukan dengan alkohol-aseton yang banyak digunakan dalam prosedur pewarnaan Gram. Kondisi pewarnaan ini, organisme yang dapat menahan zat warna itu dikatakan tahan asam dan tampak merah. Bakteri biasa yang dindingnya tidak bersifat terlampau lipoidal, pewarna karbol fuksin yang mewarnai sel dapat dengan mudah dipucatkan oleh alkohol-asam dan karenanya dikatakan tak tahan asam. Tercucinya karbol fuksin dapat diperagakan oleh terserapnya pewarna tandingan biru metilen oleh sel, sehingga bakteri tersebut tampak biru (Hadioetomo,1993).

Pewarnaan Ziehl Neelsen menurut Kurniawati 2005, larutan carbol fuchsin 0,3% dituang pada seluruh permukaan sediaan, kemudian dipanaskan di atas nyala api sampai keluar asap tetapi tidak sampai mendidih atau kering selama 5 menit. Sediaan kemudian dibiarkan dingin selama 5-7 menit lalu kelebihan zat warna dibuang dan dicuci dengan air yang mengalir perlahan. Setelah itu larutan asam alkohol 3% (hydrochloric acid-ethanol) dituang pada sediaan dan dibiarkan 2-4 menit kemudian dicuci dengan air mengalir selama 1-3 menit, kelebihan larutan dibuang. Larutan methylene blue 0,1% dituang sampai menutupi seluruh permukaan, dibiarkan 1 menit lalu larutan dibuangdandicucidenganairmengalir.

Pewarnaan Ziehl-Neelsen akan menampakkan bakteri tahan asam yang berwarna merah dengan latar berwarna biru. Bakteri tahan asam akan mempertahankan warna pertama yang diberikan. Hasil yang didapat adalah terdapatnya bakteri tahan asam.

Mycobacterium tuberculosis memiliki ciri khas yaitu dalam jaringan, basil tuberkel merupakan batang ramping lurus berukuran kira-kira 0,4x3 µm. Perbenihan buatan, terlihat bentuk kokus dan filamen. Mikobakteria tidak dapat diklasifikasikan sebagai Gram positif atau Gram negatif. Sekali diwarnai dengan zat warna basa, warna tersebut tidak dapat dihilangkan dengan alkohol, meskipun dibubuhi iodium. Basil tuberkel yang sebenarnya ditandai oleh sifat tahan asam misalnya 95% etil alkohol yang mengandung 3% asam hidroklorida (asam alkohol) dengan cepat akan menghilangkan warna bakteri kecuali mikobakteria. Sifat tahan asam ini tergantung pada integritas struktur selubung berlilin. Teknik pewarnaan Ziehl-Neelsen dipergunakan untuk identifikasi bakteri tahan asam. Dahak atau irisan jaringan, mikobakteria dapat diperhatikan karena memberi fluoresensi kuning-jingga setelah diwarnai dengan zat warna fluorokrom (Annonimous,2008).

Faktor-faktor yang mempengaruhi pewarnaan bakteri yaitu fiksasi, peluntur warna, substrat, intensifikasi pewarnaan dan penggunaan zat warna penutup (Dwidjoseputro, 1994). Zat warna adalah senyawa kimia berupa garam-garam yang salah satu ionnya berwarna. Garam terdiri dari ion bermuatan positif dan ion bermuatan negatif. Senyawa-senyawa kimia ini berguna untuk membedakan bakteri-bakteri karena reaksinya dengan sel bakeri akan memberikan warna berbeda. Perbedaan inilah yang digunakan sebagai dasar pewarnaan bakteri (Sutedjo, 1991).

E.       METODE KERJA

1.         Alat dan bahan

a)        Kaca slide

b)        Cover glass

c)        Tusuk gigi steril/ose

d)       Bunsen

e)        Ketas tissue

f)         Mikroskop

g)        Sputum penderita

h)        Jaringan kulit yang diambil dari cuping telinga

i)          Oil imersi

j)          Zat warna Ziehl Nelson

2.         Cara kerja

1)        Pemeriksaan BTA lepra

a)      Pengambilan jaringan kulit

a.       Bagian yang diambil ,dibersihkan dengan kapas alcohol

b.      Bagian tersebut dijepit diantara ibu jari dan jari telunjuk sedemikian kuat sehingga kulit kelihatan menjadi pucat, supaya kemungkinan perdarahan sedikiy sekali.

c.       Dengan lancet steril dibuat sayatan sepanjang ±1/2 cm sedalam 2 mm

d.      Darah yang keluar pertama dibersihkan, kemudian sisa dan dasar luka dikerok dengan vaccine pen untuk mendapatkan bubur jaringan epidermis dan dermis.

b)      Pembuatan preparat

a.       Siapkan objeck glass yang bersih dan bebas lemak, diberi kode / tanda tentang no. lab., sampel yang diambil, daerah / bagian yang akan dipulas dengan sampel dsb.

b.      Bubur jaringan yang sudah diambil dipulaskan pada objeck glass yang sudah siap sedemikian rupa sehingga diperoleh smear yang tidak terlalu tebal dan tidak terlalu tipis, dengan diameter 1 – 1,5 cm

c.       Biarkan kering dengan sendirinya di udara

d.      Setelah kering di fiksasi dengan melewatkannya diatas nyala api Bunsen 2 – 3 kali, setelah dingin baru boleh dicat

c)      Pengecatan

Pengecatannya sama dengan pengecatan pada pemeriksaan BTA sputum

2)        Pemeriksaan BTA sputum

a)        Pembuatan apusan sputum

a.         Ose dipanaskan diatas bunsen sampai merah dan dinginkan

b.         Sputum disiapkan, diambil sedikt dibagian yang kentaldan berwarna kuning kehijauan(purulen) menggunakan ose

c.         Sputum dioleskan secara merata pada objeck glass dengan ukuran 2x3 cm

d.        Ose yang telah digunakan dimasukkan kedalam alkohol sambil digoyang goyangkan sampai sia sputum bersih lalu dibakar

e.         Sediaan yang telah dibuat, lalu dikeringkan di udara terbuka sekitar 15 – 30 menit, jangan terkena matahari langsung

f.          Sediaan diambil dengan menggunakan pinset dan difiksasi selama 3 – 5 menit

b)        Pewarnaan

a.         Sediaan yang telah kering dilakukan fiksasi selama 5 menit.

b.         Sambil difiksasi, digenangi dengan Carbol Fuchsin 0,3%, dipanaskan diatas bunsen sampai menguap selama 5 menit

c.         Dicuci dengan air mengalir dan dikeringkan

d.        Warna merah pada sediaan dilarutka dengan asam alkohol 3%

e.         Dicuci dengan air mengalir dan dikeringkan

f.          Digenangi dengan larutan methylen blue selama 20 – 30 detik

g.         Dicuci dengan air mengalir dan di keringkan

h.         Diamati dibawah mikroskop

c)        pembacaan

a.         Sediaan yang telah kering ditetesi minyak imersi, dilihat dengan mikroskop dengan pembesaran 100x

b.         Dicari dengan adanya batang panjang atau pendek yang berwarna merah dengan latar belakang berwarna biru.

F.        HASIL PENGAMATAN

Tidak ada hasil yang didapat. Dikarenakan tidak ada sampel yang dapat diperiksa.

G.      INTERPRETASI HASIL

Negatif : Tidak dijumpai adanya BTA.
Positif : Ditemukan 1-9 BTA/100 LP.
Positif 1 : Ditemukan 10-90 BTA/100 LP.
Positif 2 : Ditemukan 1-10 BTA/1 LP.
Positif 3 : Ditemukan lebih dari 10 BTA/1 LP.

H.      KESIMPULAN

Tidak ditemukan kuman BTA. Karena tidak ada sampel yang dikerjakan.

I.         SARAN

1.   Selalu menggunakan alat pelindung diri pada saat pengerjaan sampel

2.   Berhati hati pada saat pengerjaan sampel, usahakan semua alat yang digunakan dalam keadaan steril sehingga tidak ada kontaminasi

3.   Proses pewarnaan harus diperhatikan agar hasil pengecatan baik

Alur Pelayanan RSUD PROF Dr W.Z JOHANES KUPANG

II.1.   Protap Pelayanan Loket Patologi Klinik RSUD Prof Dr W.Z Johannes Kupang

II.1.1.  Rawat Jalan

II.2.   Alur Pemeriksaan Bahan di Laboratorium Patologi Klinik RSUD Prof Dr W.Z Johannes Kupang

II.3.   Alur Pemeriksaan Bahan Umum, Askes, Jamkesmas Laboratorium Patologi Klinik RSUD Prof Dr W.Z Johannes Kupang

kONSEP YANG BENAR DAN SALAH TENTANG KTB

Materi Sharing Antara PKTB PMKS3

(Salatiga, 25 Oktober 2009)

KONSEP YANG SALAH DAN BENAR TENTANG KTB :

1. KTB = Kelompok PA / Sharing / Doa KTB = Kelompok Terus Bertumbuh

2. KTB = Mentoring / Pelayanan Pribadi KTB = Kelompok Tumbuh Bersama

3. KTB = Kelompok Minat / Bakat KTB = Kelompok Tetap Berkomitmen

4. KTB = Kelompok Terus Bubar KTB = Kelompok Terus Bersekutu

5. KTB = Kelompok Tak (selalu) Bersama KTB = Kelompok Terus Bersama

6. KTB = 1 PKTB pimpin 1 AKTB (PP) KTB = 1 PKTB pimpin 2 – 5 AKTB

KONSEP YANG SALAH DAN BENAR DARI A.KTB :

1. KTB itu sebuah kewajiban/keterpaksaan KTB itu harus menjadi kebutuhan

2. KTB itu sebuah trend saja KTB itu perlu sebuah komitmen

3. KTB itu salah satu aktivitas ku saja KTB itu menjadi 1 mata kuliah dgn. 2 SKS

4. Gengsi, kalau tidak hadir/ikut KTB Malu pada TUHAN, kalau tidak hadir KTB

5. Waktu ber-KTB bisa dirubah – rubah Waktu ber-KTB harus tetap!!!

6. Hadir / Tidak hadir KTB, tidak masalah Tidak hadir KTB adalah sebuah masalah

7. Persiapan bahan KTB, suka – suka Persiapan bahan KTB harus dicek/serius

8. Hafal ayat, kalau lagi ingat saja Hafal ayat setiap hari / teratur.

9. Datang KTB tidak tepat waktu Datang KTB harus tepat waktu

10. PKTB yang membutuhkan saya Saya yang butuh bertumbuh / KTB

11. Rally KTB bukan untuk saya Rally KTB untuk pertumbuhanku

KONSEP YANG SALAH DAN BENAR DARI P.KTB :

1. Menjadi PKTB itu sebuah keterpaksaan Menjadi PKTB itu sebuah kebutuhan

2. Menjadi PKTB itu sebuah pilihan Menjadi PKTB itu sebuah pertumbuhan

3. Menjadi PKTB itu sebuah trend Menjadi PKTB itu sebuah panggilan

4. PKTB tidak boleh marah / tegas Lebih sayang TUHAN daripada manusia

5. PKTB adalah segala2nya buat AKTB TUHAN adalah Sumber Pertumbuhan

6. Pimpin KTB = transfer ilmu/bahan PA Pimpin KTB = transfer hidup mu

7. KTB hanya pada saat/jam KTB saja KTB itu hidup bersama (1 x 24 jam)

8. Kunjungi AKTB itu pilihan/bila sempat Perkunjungan itu wajib hukumnya

9. Kunjungi AKTB terpaksa/buru-buru Habiskan waktumu bersama AKTB

10. Relasi AKTB cukup dengan FB / HP Habiskan waktumu, bukan pulsa / duit

11. AKTB tidak ikut Rally KTB itu biasa AKTB tidak ikut Rally itu luar biasa

12. Pimpin KTB adalah ceramah/monolog Pimpin KTB adalah dialog

13. Pimpin KTB tidak tepat waktu Pimpin KTB harus tepat waktu (buka/tutup)

14. Ayat hafalan kadang tidak dihafal baik Ayat hafalan harus dihafal lengkap

15. Proyek ketaatan sering tidak dievaluasi Proyek ketaatan wajib dievaluasi tiap mgg

16. SATE jarang dievaluasi kuanti./kuali. SATE dievaluasi kuanti./kuali. scr teratur

17. Tidak seimbang 4P –nya. Perlu dijaga keseimbangan 4P dalam KTB

18. Mengisi form evaluasi tidak penting Mengisi form evaluasi itu penting

19. Ikut rally KTB tdk perlu / sudah hebat? Ikut rally KTB sangat perlu

20. Doakan AKTB kalau ingat Doakan AKTB setiap hari, sebut nama

21. Tidak perencanaan KTB Kerjakan KTB sesuai perencanaan

22. Tidak punya/tahu tentang Kurikulum Harus miliki dan paham Kurikulum KTB

Pertanyaan Refleksi :

1. Seperti apakah kondisi real dari KTB ku? ___________________________________

2. Seperti apakah konsep adik – adikku tentang KTB? ___________________________

3. Seperti apakah konsepku dalam pimpin KTB? _______________________________

4. Lalu, mau dibawa kemana KTB yang ku pimpin? ____________________________

5. Lalu, mau dibawa ke mana adik – adik yang kupimpin? ________________________

Dan, sekarang langkah kongkritku apa? ____________________________________

( SUMBER : PDF, GOOGLE)

Prosedur penggunaan Alat atau instrument di Laboratorium.

1)                 PIPET WESTERGREEN

1.      Buat pengenceran: Darah vena 1,6 ml (2 ml) + Na Citrat 3,8%, 0,4 ml (0,5 ml) lalu dicampur rata.

2.      Isap campuran darah dengan Na Citrat menggunakan pipet westergreen sampai garis 0.

3.      Letakkan pipet westergreen dalam Rak westergreen dengan posisi tegak lurus dan diamkan selama 1 jam.

4.      Periksa atau amati tinggi plasma setelah 1 jam.

2)                 BEJANA KROMATOGRAFI

1.      Siapkan kertas kromatografi ukuran 4x8cm,beri garis batas 0,5cm dari atas dan bawah. Garis bawah dibagi 0,5cm untuk tempat penotolan sampel.Jika pakai kertas kromatografi sirkuler tentukan garis perpotongan atau diagonal.

2.      Totolkan sampel pada titik 1 menggunakan pipet kapiler.Titik 2 dan 3 di totolkan zat standar.Biarkan kering dan lakukan secara berulang.

3.      Isi bejana kromatografi dengan eluen yang sesuai dengan tutup beberapa saat.

4.      Masukkan kertas kromatografi yang berisi sampel.Biarkan terjadi elusi sampai batas yang ditentukan.Tinggi garis batas sebagai batas eluen.

5.      Eluen dihentikan bila mencapai batas garis dan kertas diambil lalu kering udarakan.

6.      Kromatogram ditentukan dari harga Rf

3)                 TIMBANGAN KASAR / NERACA KASAR.

1.     Letakkan neraca pada posisi datar

2.    Atur skala pada angka nol

3.    Letakkan wadah untuk menimbang

4.    Tarakan kembali menjadi nol

5.    Timbang bahan sesuai kebutuhan

4)                 TIMBANGAN HALUS / NERACA ANALITIK

1.    Letakkan neraca pada posisi datar air (water pass).

2.    Atur sikap nol dengan cara menekan pengatur berat.

3.    Letakkan wadah untuk menimbang kemudian tarakan kembali menjadi nol.

4.    Masukkan bahan yang akan ditimbang sesuai kebutuhan dan baca angka yang tertera pada layar monitor.

5.    Setelah digunakan matikan kembali.

5)                 SENTRIFUGE 

1.    Pastikan penutup centrifuge terpasang dan terkunci. Masukan sampel ke dalam tube. Tutup dengan rapat (centrifuge)

2.    Setimbangkan muatan centrifuge sebelum pemakaian.

3.    Gunakan shield dan tube dengan benar.

4.    Putar sampel dengan tutup yang terpasang benar.

5.    Putar hanya dalam beberapa menit dan atur kecepatan centrifuge dalam satuan Rpm.

6.    Matikan centrifuge dan buka penutupnya.

6)                 AUTOKLAF

1.    Masukkan air ke dalam tabung sterilisator sesuai kebutuhan. Sebaiknya menggunakan air hasil destilasiuntuk menghindari terbentuknya kerak dan karat.

2.    Masukkan alat dan bahan yang akan disteril ke dalam tabung sterilisator.

3.    Tutup autoklaf dengan rapat lalu kencangkan klep pada tutup autoklaf agar tidak ada uap yang keluar dari bibir autoklaf.

4.    Nyalakan kompor yang akan digunakan untuk melakukan sterilisasi. Lalu letakkan Autoklaf di atas kompor yang nyalanya telah rata.

5.    Atur timernya dengan waktu minimal 15 menit.

6.    Tunggu sampai air mendidih agar uap memenuhi tabung sterilisator dan terdesak keluar     dari klep pengaman.

7.    Jika alarm tanda selesai berbunyi maka tunggu hingga tekanan dalam tabung sterilisator sama dengan tekanan udara di lingkungan. Kemudian klep pengaman dibuka dan keluarkan isi autoklaf dengan hati-hati.

7)                 WATERBATH

1.    Masukkan air (sebaiknya aquadest) ke dalam bal air/container.

2.    Hidupkan alat, atur sesuai keinginan (suhu), untuk stabilitas suhu yang diminta biarkan sekitar 10 menit.

3.      Masukkan sampel/bahan/reagen/media yang akan dikondisikan pada suhu tersebut.

4.      Matikan setelah selesai digunakan.

8)                 REFRAKTOMETER

1.      Bersihkan kaca prisma refraktometer dengan aquadest.

2.      Teteskan sampel yang ingin diketahui salinitasnya.

3.      Lihat pada tempat bercahaya dan catat hasilnya.

9)                 URINOMETER

1.      Siapkan urine.

2.      Ukur suhu urine dengan thermometer.

3.      Masukan ke dalam gelas ukur pada urinometer sampai hidrometernya mengapung.

4.      Bacalah bobot jenis urine pada skala urinometer.

10)             SPEKTROFOTOMETER

1.         Hidupkan spektrofotometer.

2.         Nyalakan computer sambungkan pada spektrofotometer.

3.         Masukan sampel pada cuvet yang tersedia lalu masukan pada spektrofotometer.

4.         Tentukan panjang gelombang, konsentrasi, absorbansi yang ditampilkan pada layar monitor computer dan spektrofotometer.

5.         Matikan spektrofotometer setelah digunakan.

 Prinsip kerja spektrofotometer           :

Sumber         monokromator          sampel       defector            system pembacaan

11)             MIKROPIPET

1.         Sebelum digunakan thumb knop sebaiknya ditekan berkali-kali untuk memastikan lancarnya mikropipet.

2.         Masukkan tip bersih ke ujung mikropipet/nozzle.

3.         Tekan thumb knop sampai hambatan pertama/first stop,jangan ditekan lebih ke dalam        lagi.

4.         Masukkan tip ke dalam cairan sedalam 3-4 mm.

5.         Tahan pipet dalam posisi tegak lurus kemudian lepaskan tekanan pada thumb knop maka cairan akan masuk ke tip.

6.         Pindahkan ujung tip ke dalam penampung yang diinginkan, tekan thumb knop hingga cairan keluar dari dalam tip.

7.         Jika ingin melepaskan tip putar thumb knop searah jarum jam dan ditekan maka tip akan terdorong keluar dengan sendirinya atau gunakan alat tambahan untuk mendorong tip keluar.

12)              MIKROSKOP

Bagian – bagian Mikroskop     :

1.         Eyepiece / oculars (lensa okuler): memperbesar bayangan yang dibentuk l   lensa    objektif.

2.         Revolving nosepiece (pemutar lensa objektif):  memutar objektif sehingga   mengubah perbesaran.

3.         Tabung Mikroskop: mengatur fokus dan menghubungkan lensa objektif dengan lensa okuler.

4.         Stage (meja benda): tempat meletakan objek yang diamati.

5.         Condenser (condenser): mengumpulkan cahaya supaya tertuju ke lensa objektif.

6.       Objective lense (lensa objektif): Memperbesar spesimen.

7.         Brightness adjustment knob (pengatur kekuatan lampu)         :memperbesardan memperkecil cahaya lampu.

8.         Specimen holder (penjepit spesimen): Menjepit kaca yang melapisi objek agar         tidak tergeser.

9.          Illuminator (sumber cahaya).

10.         Vertical feed knob (sekrup pengatur vertikal):  Menaikkan atau menurunkan            object glass.

11.         Horizontal feed knob (sekrup pengatur horizontal) Untuk menggeser ke kanan / kiri objek glas.

12.         Coarse focus knob (sekrup fokus kasar) Menaik turunkan meja benda (untuk           mencari fokus) secara kasar dan cepat.

13.         Fine focus knob (sekrup fokus halus)Menaik turunkan meja benda secara halus dan lambat.

14.         Observation tube securing knob (sekrup pengencang tabung okuler).

15.         Condenser adjustment knob (sekrup pengatur kondenser) Untuk menaik-turunkan condenser.

16.         Lengan Mikroskop / pegangan : pegangan pada mikroskop.

17.         Kaki mikroskop: untuk menyangga atau menopang mikroskop.